大鼠骨髓间质干细胞成骨诱导分化培养基操作步骤
1．用盖片镊将盖玻片自75%乙醇中取出，用无菌丝绸布擦拭干净，不要用纱布；
2．将盖玻片轻轻放入6孔培养板（每孔一片）或培养皿中（每个平皿可放置2-3片）；
3．在距离紫外灯直射范围内20-30 厘米处照射2-3小时；
4．将经过计数的细胞悬浮液移入培养板中，使盖玻片*浸在培养液中；
5．将培养板在5% CO2水浴孵箱中37℃孵育2-3天，当贴壁细胞生长至覆盖培养板底部2/3面积时，将培养板取出，用盖片镊轻轻取出盖玻片，用蒸馏水漂洗后即可进行快速固定以及免疫细胞化学检测。6．快速固定步骤需细致操作，以避免细胞形态受损。将取出的盖玻片迅速浸入4%多聚甲醛固定液中，固定时间控制在10-15分钟，确保细胞结构得以良好保存。固定完成后，用PBS（磷酸盐缓冲液）轻轻漂洗盖玻片3次，每次5分钟，以彻底去除残留固定液。
7．接下来进行免疫细胞化学染色前的通透处理。使用0.1% Triton X-100溶液对盖玻片上的细胞进行通透，处理时间约5分钟，这有助于抗体更好地渗透进入细胞内。通透后同样以PBS漂洗3次，保持每次5分钟。
8．为减少非特异性背景染色，需进行封闭步骤。使用含5%牛血清白蛋白（BSA）的PBS溶液覆盖盖玻片，室温下封闭30分钟。封闭结束后，不吸去封闭液，直接滴加稀释好的一抗工作液，确保完全覆盖细胞区域，然后置于湿盒中，4℃过夜孵育。
9．次日，回收一抗工作液，并用PBS漂洗盖玻片3次，每次10分钟。随后加入相应的荧光标记二抗，室温避光孵育1小时。孵育结束后，再次以PBS避光漂洗3次，每次10分钟，准备进行核复染和封片观察。
